Теоретические основы и практическое применение методов иммуногистохимии

В тех случаях, когда продукт реакции отчетливо определяется в окрашенных препаратах, но желательно добиться его большей оптической плотности и контрастности, можно использовать метод тонирования DAB-продукта солями никеля или кобальта (Mullink H. [et al.], 1992). В ряду коммерческих наборов, предназначенных для выявления пероксидазы бензидиновой реакцией, имеются и такие, в которых реализована возможность никелевого тонирования. Применение солей никеля ведет к усилению интенсивности гистохимической реакции на пероксидазу и меняет цвет продукта реакции: он становится не желто-коричневым, а черным.

Усиления реакции можно достичь, проводя реакцию с мечеными вторичными антителами в сочетании с дополнительной реакцией с другими мечеными вторичными антителами, выработанными против иммуноглобулинов животного происхождения – источника первых вторичных антител. Такой подход позволяет увеличить концентрацию маркерного фермента (либо флуорохрома) в месте локализации продукта «антиген – антитело».

Наибольшего увеличения чувствительности реакции можно добиться, используя наборы, усиливающие реакцию при помощи тирамида (Bobrow M. N. [et al.], 1989; 1992). Применение конъюгатов тирамида в ИГХ основано на способности тирамида, при каталитическом влиянии пероксидазы, образовывать нерастворимое соединение в локусе действия фермента. Тирамид может быть помечен как флуорохромом, так и биотином, что дает возможность использования тирамидной амплификации не только при проведении флуоресцентной микроскопии, но и при обычной микроскопии в проходящем свете.

Таким образом, в настоящее время для исследователя доступен широкий спектр методов визуализации продукта иммуногистохимической реакции. Выбор конкретного способа должен определяться с учетом задачи исследования, предполагаемой концентрации антигена в изучаемом материале и наличия соответствующей приборной базы.

Литература

Bobrow M. N., Harris T. D., Shaughnessy K. J. [et al.]. Catalyzed reporter deposition: A novel method of signal amplification: Application to immunoassays // Journal of Immunological Methods. – 1989. – Vol. 125. – P. 279 – 285.

Bobrow M. N., Litt G. J., Shaughnessy K. J. [et al.]. The use of catalyzed reporter deposition as a means of signal amplification in a variety of formats // Journal of Immunological Methods. – 1992. – Vol. 150, № 1 – 2. – P. 145 – 149.

Mullink H., Vos W., Jiwa M., Horstman A. [et al.]. Application and comparison of silver intensification methods for the diaminobenzidine and diaminobenzidine-nickel endproduct of the peroxidation reaction in immunohistochemistry and in situ hybridization // J. Histochem. Cytochem. – 1992. – Vol. 40, № 4. – P. 495 – 504.

Глава 4.

ПОДГОТОВКА МАТЕРИАЛА ДЛЯ ИММУНОГИСТОХИМИЧЕСКОГО ИССЛЕДОВАНИЯ

При взятии материала для ИГХ-исследования следует строго соблюдать все требования, которые предъявляются к этой процедуре при обычном патоморфологическом исследовании. Материал не должен подсыхать перед погружением в фиксирующую среду, его не следует промывать гипотоническими средами (например, водой). Фрагменты материала не должны быть слишком крупными, поскольку большие размеры фиксируемых кусочков не позволяют добиться равномерности фиксации и хорошей сохранности центральных областей объекта, что в последующем проявляется различными артефактами. Фрагменты тонкостенных полых органов и пленочные препараты необходимо фиксировать в расправленном состоянии. Лучше всего для этого использовать восковые пластины. Фрагменты картона и плотной бумаги менее пригодны. При планировании исследования костной ткани следует ограничиться минимальными размерами объекта, поскольку крупные фрагменты костной ткани невозможно хорошо декальцинировать в тех декальцинаторах, которые пригодны для ИГХ (см. Приложение 1).

Патогистологический материал, включая операционные биопсии, желательно фиксировать в нейтральном формалине (параформальдегиде) или цинк-формалине, который по времени фиксации и обеспечению способности препаратов к восприятию обзорных окрасок полностью подобен обычному формалину. Простой (не нейтрализованный) формалин, приготовленный из концентрированного формальдегида 1: 9, использовать нежелательно.

В научных исследованиях, когда требуются максимально высокое качество гистологического препарата и хорошая сохранность антигенов, следует помимо цинк-формалина использовать и другие фиксаторы, предназначенные для применения в ИГХ (см. Приложение 1). При проведении экспериментальных исследований в отдельных случаях может понадобиться перфузионная фиксация (способ, когда фиксирующая жидкость вводится через артериальное русло). Обычно после применения альдегидных фиксаторов наступает перекрестная сшивка белковых молекул, что ведет к ухудшению выявляемости антигенов и вызывает необходимость их протеолитического или теплового демаскирования. Наш опыт показывает, что применение «мягкой» фиксации (фиксация в этанол-формальдегиде при концентрации последнего 0,5 – 1,0 % в течение 12 – 24 ч и фиксация в цинк-этанол-формальдегиде до 24 ч) не приводит к существенному ослаблению иммуноцитохимической реакции на белки промежуточных филаментов, ?-актин, коллаген IV типа, ламинин, фибронектин (Коржевский Д. Э. [и др.], 2001), белки PCNA (Коржевский Д. Э., 2000), Bcl-2 (Коржевский Д. Э. [и др.], 2002), CD31 (Коржевский Д. Э. [и др.], 2006б), CD68 (Коржевский Д. Э., 2001), ядерный белок NeuN (Коржевский Д. Э. [и др.], 2005) и не требует демаскирования антигена.

Коагулирующие фиксаторы (спирты и различные спиртовые композиции) дают лучшие результаты при фиксации белков и гликопротеидов с большой молекулярной массой. Так, оптимальной фиксацией для определения виментина является жидкость Карнуа (один из коагулирующих фиксаторов). При фиксации нервной ткани предпочтительна непродолжительная (до 24 ч) фиксация в цинк-этанол-формальдегиде (Коржевский Д. Э. [и др.], 2006а), который не только хорошо сохраняет многие антигены, но и дает возможность получить отличные результаты при окраске по Нисслю. Для фиксации небольших пептидов (инсулина и др.), малых молекул и гаптенов (например, моноаминов) рекомендуется использовать альдегидные фиксаторы, поскольку в коагулирующих фиксирующих средах возможно частичное растворение либо диффузия низкомолекулярных антигенов.

После окончания фиксации остатки фиксирующих веществ необходимо удалить из материала, тщательно промыв его в дистиллированной воде (после формалина и цинк-формалина) или этаноле (после коагулирующих фиксаторов и спиртовых смесей). Заливка должна быть осуществлена в течение 2 – 5 сут после завершения фиксации. Это обеспечивает максимальную сохранность антигенов и их хорошую выявляемость в препаратах. При использовании архивного материала, длительно фиксировавшегося в формальдегидных фиксаторах либо хранившегося в 80 % этаноле, тепловое демаскирование следует проводить обязательно для всех типов антигенов, которые при этом не подвергаются разрушению, и использовать вторичные системы детекции высокой чувствительности.

Степень «жесткости» альдегидной фиксации и пригодность архивного материала для ИГХ-исследования удобно контролировать, используя тест-реакцию с моноклональными антителами к виметину (клон V9). Антитела клона V9 выявляют чувствительный к перефиксации эпитоп этого белка ПФ. Поскольку клетки, содержащие виментин (фибробласты, эндотелиоциты, менингоциты и др.), присутствуют в любом гистологическом объекте, за редким исключением, отрицательные результаты пробной ИГХ-реакции на виментин будут указывать на малую пригодность материала для ИГХ в целом. При обезвоживании материала не следует применять изопропанол, который делает объекты хрупкими и плохо поддающимися резке на микротоме. В качестве промежуточных сред могут быть использованы: хлороформ, петролейный эфир, ортоксилол, метилсалицилат, метилбензоат, неоптическое кедровое масло, пихтовое масло, терпинеол. Заливку можно проводить, используя парафин любых коммерческих марок, лучше известных производителей, как отечественных, так и зарубежных. При этом не следует применять парафин с высокой температурой плавления (58 – 60 °C). При заливке не рекомендуется использовать температуры выше 60 °C.

Заливка в целлоидин и целлоидин-парафин нежелательна, так как приводит к развитию неспецифической фоновой окраски в ходе выявления пероксидазы диаминобензидином. В случае необходимости применения целлоидина перед постановкой реакций его следует удалить из срезов жидкостью Никифорова (спирт-эфиром).

Изготовление срезов для ИГХ-исследования следует проводить на надежных ротационных и санных микротомах, обеспечивающих точную подачу и необходимый диапазон толщины срезов (3 – 7 мкм). Более толстые срезы могут потребовать модификации протоколов ИГХ-обработки и изменения времени демаскирования антигенов. Кроме того, толстые срезы плохо удерживаются на предметных стеклах даже при использовании специальных адгезивов. Срезы должны быть хорошо расправлены. Отсутствие складок позволяет обеспечить лучшее прилипание к предметному стеклу.

Для того чтобы избежать неспецифической фоновой реакции при наклейке срезов на предметные стекла, не следует использовать в качестве адгезивов яичный альбумин и сыворотку крови. Обычно расправленные на дистиллированной воде срезы толщиной до 5 мкм хорошо приклеиваются к ничем не обработанным предметным стеклам импортного производства (например, к стеклам фирм «Shandon» (США) и «Menzel» (Германия)). При необходимости обычные предметные стекла для улучшения прилипания срезов могут быть обработаны специальными адгезивами (см. Приложение 2).

При расправлении и сушке срезов нежелательно применять высокие температуры (выше 48 °C). Оптимальным является просушивание срезов в суховоздушном термостате с вентиляцией при 40 °C в течение 3 дней. Более продолжительное пребывание срезов в термостате может способствовать лучшему их приклеиванию к предметным стеклам. При необходимости работы с препаратами на следующий день после изготовления срезов желательно использовать стекла с адгезивным покрытием, нанесенным в заводских условиях.

Потеря срезов во время проведения теплового демаскирования и длительной инкубации с антителами, когда нельзя изготовить новые срезы (весь блок уже порезан), ставит вопрос о принципиальной возможности улучшения прилипания срезов к предметному стеклу на этапе, когда срезы уже находятся на нем. Эту проблему можно попытаться решить, прогревая предметные стекла со срезами в течение ночи (перед проведением ИГХ-реакции) в термостате при 60 – 65 °C. При использовании такого способа достигаемое иногда улучшение приклеивания срезов сопровождается некоторой потерей иммунореактивности, вызванной действием на срезы высокой температуры.

Удаление парафина из срезов и их регидратацию перед иммуногистохимическим исследованием проводят так же, как и перед обычной окраской. При этом следует проверять спирты на загрязнение ксилолом, поскольку остатки ксилола, как и плохо удаленный парафин, могут приводить к понижению чувствительности реакции. Заменители ксилола следует использовать с осторожностью, поскольку они медленнее отмываются в спиртах и быстрее загрязняют их, чем ксилол.

Литература

Коржевский Д. Э. Использование моноклональных антител к ядерному белку PCNA для выявления пролиферирующих клеток в развивающемся головном мозге человека // Морфология. – 2000. – Т. 118, № 5. – С. 68 – 70.

Коржевский Д. Э. Макрофаги сосудистого сплетения конечного мозга эмбриона человека // Морфология. – 2001. – Т. 119, № 1. – С. 20 – 23.

Коржевский Д. Э., Гилерович Е. Г., Зинькова Н. Н. [и др.]. Иммуногистохимическое выявление нейронов головного мозга с помощью селективного маркера NeuN // Морфология. – 2005. – Т. 128, № 5. – С. 76 – 78.

Коржевский Д. Э., Григорьев И. П., Отеллин В. А. Применение обезвоживающих фиксаторов, содержащих соли цинка, в нейрогистологических исследованиях // Морфология. – 2006а. – Т. 129, № 1. – С. 85 – 86.

Коржевский Д. Э., Отеллин В. А. Морфологические основы формирования гематоликворного барьера сосудистого сплетения головного мозга в пренатальном онтогенезе человека // Журн. эволюционной биохимии и физиологии. – 2001. – Т. 37, № 2. – С. 150 – 153.

Коржевский Д. Э., Отеллин В. А., Неокесарийский А. А. [и др.]. Организация и цитохимические особенности барьерных структур плаценты человека // Морфология. – 2006б. – Т. 129, № 3. – С. 63 – 64.

Коржевский Д. Э., Талантова О. Е., Павлова Н. Г. Экспрессия белка bcl-2 в развивающемся головном мозге человека // Морфология. – 2002. – Т. 122, № 5. – С. 31 – 34.

Глава 5.

ДЕМАСКИРОВАНИЕ АНТИГЕНОВ

5.1. Почему необходимо демаскирование антигенов?

В процессе фиксации тканевые антигены претерпевают конформационные изменения, связанные с коагуляцией белков и образованием перекрестных сшивок при воздействии альдегидов (формальдегида и глутарового альдегида) (Fraenkel-Conrat H. [et al.], 1947; 1948). Эти изменения во многих случаях приводят к маскировке антигенных детерминант, с которыми должны взаимодействовать полученные антитела к данным белкам. В результате оказывается, что при постановке иммуногистохимических реакций на фиксированном материале часть антител проявляет недостаточно высокую активность и окрашивание конечного продукта реакции слишком слабое либо вообще отсутствует. Степень повреждения антигенов зависит от условий фиксации и концентрации альдегидов в фиксирующей жидкости. Считается, что коагулирующие фиксаторы (спирты, уксусная кислота, соли металлов) вызывают меньшую потерю антигенных свойств, чем формальдегид. Хуже всего идут иммуноцитохимические реакции на препаратах, фиксированных глутаральдегидом.

Долгое время эта ситуация создавала неразрешимую проблему для использования в иммуногистохимической диагностике материала, фиксированного в формалине и залитого в парафин – стандартный патологоанатомический материал. При необходимости иммуногистохимического исследования приходилось использовать замороженный нефиксированный материал или методы мягкой фиксации (холодный ацетон и др.). В настоящее время решение найдено. Восстановить антигенные детерминанты, которые были изменены при взаимодействии с формальдегидом, в большинстве случаев позволяет высокотемпературная обработка срезов в водных буферных растворах (Shi S. R. [et al.], 1991). Этот метод получил название «тепловое демаскирование антигенов». В англоязычной литературе он обычно называется heat-induced epitope retrieval. Следует отметить, что теоретические основы этого метода пока не разработаны. До сих пор непонятно, почему обработка материала при температуре свыше 100 °C приводит к восстановлению антигенных свойств белков, а не к их денатурации и дальнейшему разрушению антигенных детерминант. Тем не менее многочисленные исследования показывают высокую эффективность процедуры теплового демаскирования (Taylor C. R. [et al.], 1996; Evers P. [et al.], 1998; Kоржевский Д. Э. [и др.], 2005; Сухорукова Е. Г. [и др.], 2012). Причем метод оказался пригоден не только для парафиновых срезов, но и для материала, залитого в целлоидин (Shi S. R. [et al.], 1992a; 1992b; 1993), и даже для срезов, полученных с блоков, залитых в эпоксидные смолы.

В настоящее время разработано множество модификаций способа теплового демаскирования антигенов. Общим для них является прогрев срезов, приклеенных к предметным стеклам, в водных растворах до температуры 95 – 100 °C, а в отдельных случаях – и до 120 °C при повышенном давлении.

5.2. Растворы, применяемые для теплового демаскирования антигенов

С учетом эмпирически установленных особенностей процесса демаскирования в качестве растворов могут быть использованы водные растворы солей различных металлов и буферные растворы при различных pH. Считается, что, помимо гидролиза межмолекулярных связей, образованных благодаря действию фиксаторов, эффективность теплового демаскирования зависит от полноты удаления из срезов ионов кальция. Это достигается введением в буферные растворы солей лимонной кислоты или этилендиаминтетрауксусной кислоты (ЭДТА, Трилон Б).

Для теплового демаскирования антигенов разработано множество рецептов буферных растворов. В большинстве случаев (если только нет указаний о непригодности этого раствора в аннотации к конкретным антителам) можно применять цитратный буфер (рН = 6,0). По мнению D. J. Dabbs (2006), при отсутствии специального буфера можно использовать дистиллированную воду без добавок. Эффективность демаскирования антигенов в дистиллированной воде ниже, чем при использовании специальных буферных растворов. Наш опыт свидетельствует о том, что при демаскировании антигенов в дистиллированной воде развивается неспецифическое фоновое окрашивание срезов, которое мешает идентификации иммунореактивных структур. Учитывая простоту приготовления цитратного буфера, в общих случаях для демаскирования лучше использовать именно этот раствор.

Как правило, производители первичных антител указывают на необходимость проведения теплового демаскирования для материала, фиксированного в формалине и залитого в парафин, то отмечают, в каком буфере следует производить демаскирование. Наибольшее распространение получили три буферных раствора, применяемых для демаскирования в том случае, когда оно действительно необходимо. Кроме упомянутого цитратного буфера (рН = 6,0), это EDTA-буфер (pH = 8,0) и Tris-EDTA (pH ? 10,0). Ряд производителей антител рекомендует для обработки свои оригинальные буферные растворы (например, S-1700 (Dako), CC1 и CC2 (Roche-Ventana), Bull’s Eye Decloaker (Biocare) и др.). В отдельных случаях эти растворы позволяют добиться лучшего демаскирующего эффекта, чем обычный цитратный буфер (pH = 6,0). Судя по литературе, среди коммерческих буферных растворов наибольшей популярностью у специалистов пользуется модифицированный цитратный буфер с pH = 6,1 (S-1700, Dako).

Одним из недавних усовершенствований технологии теплового демаскирования антигенов является объединение этого этапа обработки препарата с депарафинированием срезов. При этом используются водные растворы детергентов, а не ксилол и аналогичные органические растворители парафина. При прогреве срезов в водных растворах до температуры, близкой к 100 °C, парафин, имеющий сравнительно низкую температуру плавления, уже расплавлен. Трудность заключается в том, чтобы эффективно удалить расплавленный парафин из среза. Для этого в демаскирующий раствор вводятся детергенты. При обработке таким раствором образуется эмульсия парафина в демаскирующем растворе и, соответственно, происходит депарафинирование среза без применения органических растворителей. Наиболее известным коммерческим буферным раствором для одновременного удаления парафина и теплового демаскирования антигенов является раствор Trilogy (CellMarque, США). Метод одновременного удаления парафина и теплового демаскирования антигенов используется в автоматической системе иммуноокрашивания BenchMark (Ventana, США).

Приготовление цитратного буфера. Готовится цитратный буфер (0,01 М, рН = 6,0) следующим образом. Берется 29,4 г цитрата натрия и растворяется в 10 л дистиллированной воды. Затем добавляется 1 н соляная кислота (54 мл). Если pH полученного раствора больше 6, его следует довести до рН = 6, добавляя по каплям 1 % соляную кислоту. Неиспользуемую часть раствора можно хранить в холодильнике в течение недели. Без консерванта раствор нельзя долго хранить.

5.3. Техника теплового демаскирования

Поскольку тепловое демаскирование антигенов требует прогревания срезов в буферных растворах при температуре, близкой к 100 °C, а кипение раствора негативно сказывается на сохранности срезов, были исследованы возможности применения различных приборов для получения высокой температуры без кипения буфера. Оказалось, что для этих целей можно применять водяную баню (95 – 98 °C), микроволновую печь, пароварку, автоклав, скороварку. В последних двух случаях можно достичь температур выше 100 °C благодаря нагреванию при повышенном давлении. Использование более высоких температур позволяет уменьшить продолжительность процедуры.

Каждый из предлагавшихся способов разогрева инкубационной среды имеет свои преимущества и недостатки. При использовании водяной бани демаскирование антигенов происходит медленнее всего, поскольку температура раствора поддерживается на уровне 95–98 °C, ее удобно контролировать, применяя обычные термометры, и отсутствует необходимость приобретать дорогостоящее оборудование.

В свое время наиболее распространенным способом прогрева препаратов при тепловом демаскировании антигенов было использование микроволновой печи (Kоржевский Д. Э. [и др.], 2005). Вероятно, это связано с не подтвердившимся впоследствии предположением о том, что микроволновое излучение (как физический фактор) само по себе способствует демаскированию.

Одним из наиболее удачных способов прогрева предметных стекол в микроволновой печи является способ E. Jessup (1994). Этот метод позволяет обрабатывать до 10 предметных стекол за один непрерывный цикл работы прибора (30 мин). На дно заполненного высокого пластикового контейнера, вмещающего 600 мл буферного раствора, ставится пластиковый держатель для предметных стекол. Во время прогрева происходит выкипание части раствора, но благодаря высоте исходного уровня жидкости предметные стекла со срезами в течение всего цикла работы прибора полностью омываются буфером. Нет необходимости останавливать инкубацию для пополнения выкипевшего раствора. Тем не менее большинство вариантов обработки препаратов в микроволновой печи предусматривают кипение буфера, что, в свою очередь, негативно сказывается на состоянии срезов, которые при энергичном перемещении жидкости, происходящем при кипении, могут отклеиться от предметного стекла. Применение пароварки – наиболее удобный, безопасный и экономически выгодный способ обработки небольших объемов материала. Приборы этого типа более безопасны, чем микроволновая печь и скороварка. Они имеют встроенный таймер, отключающий нагреватель. Температура раствора приближается к 100 °C, но раствор никогда не закипает. При использовании сосуда Хеллендахела, помещаемого в пароварку, одновременно можно обрабатывать до 16 препаратов. Расход буфера сравнительно небольшой (не более 100 мл), что особенно удобно при использовании коммерческих реагентов. Можно использовать и другие сосуды (желательно стаканы из термостойкого стекла). Не рекомендуется ставить в пароварку пластиковые сосуды Коплина и другую пластиковую посуду. Время обработки препаратов в пароварке для различных антигенов составляет от 25 до 45 мин (отсчет времени от момента включения прибора обеспечивает внутренний таймер).

Несмотря на очевидное удобство этого способа, следует заметить, что оптимальное время обработки необходимо выверять для каждого используемого прибора отдельно, поскольку невозможно контролировать время прогрева сосуда с предметными стеклами до рабочей температуры, которое зависит от мощности и устройства конкретного прибора, а также от объема нагреваемой жидкости. Лучшей стандартизации можно добиться, помещая препараты в уже подогретый буфер, однако применение этого подхода делает методику более трудоемкой.

В патологоанатомической практике наибольшее применение находит демаскирование в скороварке (Bancroft J. D. [et al.], 2002). Для работы со скороваркой необходим достаточно большой объем буферного раствора (3 л буфера для скороварки вместимостью 5 л). Такие объемы делают процедуру достаточно дорогостоящей, если только буферный раствор не готовят самостоятельно сотрудники лаборатории.

Предметные стекла в металлическом держателе помещают на дно скороварки, закрывают крышку и начинают нагрев. Время обработки начинают отсчитывать после достижения рабочего давления. Для большинства антигенов оно составляет около 2 мин. Скороварка достаточного объема позволяет одновременно обрабатывать до 25 препаратов.